在qPCR實驗中，非特異性擴增是一個常見的問題，它可能導致結果的不準確性和誤導性。為了避免非特異性擴增，可以從多個方面進行優化和控制。以下是一些有效的策略：

　　1. 引物設計

　　使用專門的軟件：利用專業的引物設計軟件(如Primer3、Oligo等)來設計引物，確保它們具有高特異性且避免形成二聚體或發夾結構。

　　引物長度與GC含量：理想的引物長度通常為18-25個堿基，GC含量應在40%-60%之間，以保證良好的退火溫度和穩定性。

　　Tm值匹配：確保正向和反向引物的熔解溫度(Tm)盡可能接近，差異z好不超過2℃。

　　2. 優化反應條件

　　退火溫度：提高退火溫度可以減少非特異性結合。通過梯度PCR確定z佳退火溫度，通常比計算得到的z低Tm值高出約5℃。

　　Mg2?濃度：調整鎂離子濃度至z適水平(一般為1.5-3 mM)，過高的Mg2?濃度會增加非特異性擴增的風險。

　　dNTPs濃度：保持適當的dNTP濃度(每種核苷酸通常為200 μM)，過高可能導致非特異性擴增。

　　3. 使用熱啟動酶

　　熱啟動Taq聚合酶：這種酶在室溫下活性被抑制，只有加熱到一定溫度后才活化，減少了低溫條件下引物與模板的非特異性結合機會。

　　4. 熱循環參數優化

　　預變性步驟：延長初始變性時間(例如5分鐘)，確保所有DNA完全變性。

　　逐步降溫：在z后幾個循環中逐步降低延伸溫度，有助于提高產物的完整性和特異性。

　　5. 熔解曲線分析

　　在每個qPCR運行結束時添加一個熔解曲線步驟，以檢測是否存在非特異性擴增產物或引物二聚體。單峰表明擴增產物單一，而多峰則提示存在非特異性擴增。

　　6. 凝膠電泳驗證

　　對于關鍵實驗或初次使用的引物，可以通過瓊脂糖凝膠電泳來確認擴增產物的大小是否符合預期，并排除非特異性條帶的存在。

　　7. 樣品準備

　　高質量RNA/DNA：確保提取的核酸純度高，無蛋白質、酚或其他雜質污染，因為這些污染物可能干擾PCR反應。

　　去除基因組DNA污染：對于反轉錄-qPCR實驗，使用DNase處理樣本以去除基因組DNA，或者設計跨越內含子的引物來避免基因組DNA的擴增。